Dynamique du génome et sélection : Le cas de la résistance aux insecticides du moustique Culex pipiens

Michel Raymond
Equipe Génétique de l'Adaptation - Lab. génétique & environnement, CC 065
Institut des Sciences de l'Evolution (UMR 5554) - Université de Montpellier II
34095 Montpellier
Tel. 04 67 14 46 15 - Fax 04 67 14 36 22 - Mail: raymond@isem.univ-montp2.fr

Depuis les années 60, les insecticides organophosphorés (OP) ont été intensivement utilisés pour contrôler les populations du moustique Culex pipiens. Deux mécanismes physiologiques lui confèrent un niveau de résistance significatif à ces insecticides, une modification de leur cible (l'acétylcholinesterase, locus Ace.1) et/ou une surproduction d'estérases de détoxication. Les estérases surproduites sont codées par deux loci, Est-2 et Est-3 qui forment un super locus, Ester[1]. En trente ans, une dizaine d’allèles Ester, conduisant à une surproduction d’estérases, ont été recensés à l’échelle du globe. La nature de l’amplicon varie d’un allèle à l’autre, elle englobe généralement à la fois Est-2 et Est-3. Quatre points restent mal compris :

Problématique et axes de recherche. Notre objectif est de comprendre l’origine moléculaire des différences d’évolution de mutants résistants (relation avantage/coût, niveau d’amplification et d’expression tissulaire des allèles Ester, diversité des allèles Ace.1). Pour cela nous proposons de développer différents types d’analyses:

La séquence de chaque allèle amplifié (les souches sont disponibles au laboratoire) sera réalisée, ainsi que celles de plusieurs souches sensibles. Nos premiers résultats montrent un polymorphisme Est-2 supérieur à celui de Est-3, indiquant que la sélection s’exercerait différemment sur les deux locus. La comparaison des séquences sera complétée par une modélisation de structure et une caractérisation biochimique des propriétés catalytiques. Les estérases produites en cellules d’insecte et purifiées (en collaboration avec D. Fournier, Univ. de Toulouse) seront étudiées pour leurs propriétés de liaison à différents insecticides. Ces données permettront de circonscrire l’origine moléculaire de l’avantage sélectif d’une estérase surproduite ainsi que le rôle de chacun des locus Est2 et Est3 dans la résistance. Il est possible que d’autres gènes situés dans l’amplicon soient également responsables de l’avantage de certains allèles. Leur présence sera recherchée par criblage d’une banque génomique de C. pipiens, pour cloner les amplicons complets et les séquencer.

Le niveau d’amplification des allèles Ester sera mesuré par PCR quantitative en temps réel, qui s’est avérée un outil très fiable [3]. Nous proposons d’évaluer l’influence du nombre de copies dans la relation avantage/coût. Nos premiers résultats pour l’allèle EsterB1 montrent une bonne corrélation entre les niveaux d’amplification et de résistance. L’influence du nombre de copies sur plusieurs traits d’histoire de vie sera réalisée. La dynamique de chaque amplicon (taux de recombinaison, nombre de générations nécessaire pour accroître ou diminuer le nombre de copies en présence ou absence d’insecticides) sera étudié sur des souches de même fond génétique. L’importance de l’amplification sur l’évolution de la résistance dans la région de Montpellier sera évaluée grâce aux nombreux échantillons collectés durant ces 20 dernières années.

Les lieux d’expression tissulaires des différents ARN messagers d’estérases ainsi que des protéines seront mesurés par hybridation in situ (en collaboration avec M. Amichot INRA d’Antibes), afin de les corréler aux niveaux de résistance. La variabilité de régulation associée aux expressions tissulaires sera étudiée pour des souches sensibles ou amplifiées.

Le clonage de Ace.1 sera entrepris (banque de cDNA clonée dans un vecteur d’expression), afin de caractériser les mutations responsables de la résistance.

Ce projet permet d’associer des résultats qui relevaient traditionnellement de disciplines différentes, et d’aborder l’analyse d’une adaptation en intégrant les niveaux moléculaire, individuel et populationnel. En cela, il s’inscrit dans les enjeux actuels de l’interaction entre l’évolution des génomes et celle des phénotypes de la génétique de l’adaptation [5-7].

1. Raymond M., Chevillon C., Guillemaud T., Lenormand T. & Pasteur N. 1998. An overview of the evolution of overproduced esterases in the mosquito Culex pipiens. Philosophical transactions of the Royal Society of London, B. 353: 1-5.
2. Guillemaud T., Raymond M., Tsagkarakou A., Bernard C. & Pasteur N. 1999. Quantitative variations and selection of esterase gene amplification in Culex pipiens. Heredity. 83: 87-89.
3. Weill M., Berticat C., Raymond M. & Chevillon C. 2000. Quantitative PCR to estimate the number of amplified esterase genes in insecticide resistant mosquitoes. Analytical Biochemistry. 285: 267-270.
4. Pasteur N., Nancé E. & Bons N. 2000. Tissue localization of overproduced esterases in the mosquito Culex pipiens L. J. Econom. Entomol.. in press
5. Parsch J., Stephan W. & Tanda S. 1999. A highly conserved sequence in the 3'-unsranslated region of the drosophila Adh gene plays a functional role in Adh expression. Genetics. 151: 667-674.
6. Parsch J., Russel J.A., Beerman I., Hartl D.L. &Stephan W. 2000. Deletion of a conserved regulatory element in the Drosophila Adh gene leads to increased alcohol dehydrogenase activity but also delays development. Genetics. 156: 219-227.
7. Clarke G.M., Yen J.L. &McKenzie J.A. 2000. Wings and bristles: character specificity of the asymmetry phenotype in insecticide resistance strains of Lucilia cuprina. Proceedings of the Royal Society of London B. 267: 1815-1818.